Гигиена лабораторных животных. Использование лабораторных животных в токсикологическом эксперименте (методические рекомендации) Помещение для содержания лабораторных животных

Действующий

МУК 4.2.2939-11

МЕТОДИЧЕСКИЕ УКАЗАНИЯ

4.2. МЕТОДЫ КОНТРОЛЯ. БИОЛОГИЧЕСКИЕ И МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИЕ ФАКТОРЫ

Порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для лабораторий территориального, регионального и федерального уровней

Дата введения: с момента утверждения

1. Разработаны Федеральным казенным учреждением здравоохранения "Российский научно-исследовательский противочумный институт "Микроб" Роспотребнадзора (В.В.Кутырев, И.Н.Шарова, Н.А.Осина, Е.С.Казакова, Е.А.Плотникова, С.А.Пионтковский, Т.Ю.Красовская, Д.В.Уткин, С.А.Щербакова); Федеральным казенным учреждением здравоохранения "Иркутский научно-исследовательский противочумный институт" Роспотребнадзора (С.В.Балахонов, Т.И.Иннокентьева, М.В.Чеснокова, А.В.Мазепа, С.А.Татарников); Федеральным казенным учреждением здравоохранения "Ставропольский научно-исследовательский противочумный институт" Роспотребнадзора (А.Н.Куличенко, О.В.Малецкая, Т.В.Таран, А.П.Бейер, А.В.Таран); Федеральным казенным учреждением здравоохранения "Волгоградский научно-исследовательский противочумный институт" Роспотребнадзора (В.В.Алексеев, А.В.Липницкий, В.А.Антонов, Д.В.Викторов); Федеральным казенным учреждением здравоохранения "Ростовский-на-Дону научно-исследовательский противочумный институт" Роспотребнадзора (Н.В.Павлович, Н.Л.Пичурина, Н.В.Аронова, Н.Н.Оноприенко, М.В.Цимбалистова, А.С.Водопьянов); Федеральным казенным учреждением здравоохранения "Противочумный центр" Роспотребнадзора (В.Е.Безсмертный, С.М.Иванова); Федеральным бюджетным учреждением здравоохранения "Федеральный центр гигиены и эпидемиологии" Роспотребнадзора (В.Г.Сенникова, М.В.Зароченцев, В.В.Мордвинова); Федеральным государственным учреждением науки "Государственный научный центр прикладной микробиологии и биотехнологии" Роспотребнадзора (И.А.Дятлов, А.Н.Мокриевич, С.Ф.Бикетов, М.В.Храмов, Н.И.Лунева); Федеральным государственным бюджетным учреждением "ГИСК им. Л.А.Тарасевича" Минздравсоцразвития (И.В.Борисевич, Л.В.Саяпина).

3. Утверждены Руководителем Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека, Главным государственным санитарным врачом Российской Федерации Г.Г.Онищенко 14 июля 2011 г.

1. Область применения

1. Область применения

1.1. Настоящие методические указания определяют порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для лабораторий территориального, регионального и федерального уровней, формы и методы их взаимодействия, номенклатуру и объем исследования, требования к лабораториям, специалистам и персоналу, участвующим в выполнении исследований, материально-техническому обеспечению исследований, к биологической безопасности проведения работ.

1.2. Настоящие методические указания предназначены для специалистов бактериологических лабораторий учреждений, осуществляющих государственный санитарно-эпидемиологический надзор за туляремией в Российской Федерации, лечебно-профилактических и противочумных учреждений.

2. Нормативные ссылки

2.1. Федеральный закон от 3*.03.1999 N 52-ФЗ "О санитарно-эпидемиологическом благополучии населения" .
______________
Федеральный закон от 30.03.1999 N 52-ФЗ "О санитарно-эпидемиологическом благополучии населения" . - Примечание изготовителя базы данных.

2.2. Постановление Правительства Российской Федерации от 29.10.2007 N 720* "О внесении изменений в пункт 5 Положения о лицензировании деятельности, связанной с использованием возбудителей инфекционных заболеваний ", утвержденного постановлением Правительства Российской Федерации от 22.01.2007 N 31* .
________________
* Документ утратил силу на основании постановления Правительства Российской Федерации от 16 апреля 2012 года N 317

2.3. Постановление Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 24.02.2009 N 11 "О представлении внеочередных донесений о чрезвычайных ситуациях в области общественного здравоохранения санитарно-эпидемиологического характера" (зарегистрировано в Минюсте Российской Федерации 10.04.2009 N 13745).

2.4. Приказ Министерства здравоохранения и социального развития Российской Федерации от 7.07.2009 N 415н "Об утверждении квалификационных требований к специалистам с высшим и послевузовским медицинским и фармацевтическим образованием в сфере здравоохранения" (зарегистрирован в Минюсте Российской Федерации 09.07.2009 N 14292).

2.6. СП 1.2.036-95 "Порядок учета, хранения, передачи и транспортирования микроорганизмов I-IV групп патогенности" (утв. постановлением Госкомсанэпиднадзора Российской Федерации от 28.08.1995 N 14).

2.7. СП 3.1.7.2642-10 "Профилактика туляремии" (утв. постановлением Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 31.05.2010 N 61 "Об утверждении СП 3.1.7.2642-10" . Зарегистрировано в Минюсте РФ 7.07.2010 N 7745).

2.8. СП 1.3.1285-03 "Безопасность работы с микроорганизмами I-II групп патогенности (опасности)" (утв. постановлением Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 15.04.2003 N 42 "О введении в действие санитарно-эпидемиологических правил СП 1.3.1285-03" . Зарегистрировано в Минюсте Российской Федерации 10.05.2003 N 4545).

2.9. СП 1.3.1318-03* "Порядок выдачи санитарно-эпидемиологического заключения о возможности проведения работ с возбудителями инфекционных заболеваний человека I-IV групп патогенности (опасности), генно-инженерно-модифицированными микроорганизмами, ядами биологического происхождения и гельминтами" (утв. постановлением Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 30.04.2003 N 85 "О введении в действие санитарно-эпидемиологических правил СП 1.2.1318-03" . Зарегистрировано в Минюсте Российской Федерации 19.05.2003 N 4558).
______________
* Вероятно ошибка оригинала. Следует читать: СП 1.2.1318-03 . - Примечание изготовителя базы данных.

2.12. СП 3.4.2318-08 "Санитарная охрана территории Российской Федерации" (утв. постановлением Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 22.01.2008 N 3 "Об утверждении санитарно-эпидемиологических правил СП 3.4.2318-08" . Зарегистрировано в Минюсте Российской Федерации 3.04.2008 N 11459).

2.13. СанПиН 2.1.7.2790-10 "Санитарно-эпидемиологические требования к обращению с медицинскими отходами" (утв. постановлением Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 9.12.2010 N 163 . Зарегистрировано в Минюсте Российской Федерации 17.02.2011 N 19871).

2.14. СанПиН 2.1.3.2630-10 "Санитарно-эпидемиологические требования к организациям, осуществляющим медицинскую деятельность" (утв. постановлением Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 18.05.2010 N 58 . Зарегистрировано в Минюсте Российской Федерации 9.08.2010 N 18094).

2.15. Санитарные правила по устройству, оборудованию и содержанию экспериментально-биологических клиник (вивариев) (утв. главным государственным санитарным врачом СССР от 6.04.73 N 1045-73).

2.16. МУ 3.1.2007-05 "Эпидемиологический надзор за туляремией".

2.17. МУ 3.3.2.2124-06 "Контроль диагностических питательных сред по биологическим показателям для возбудителей чумы, холеры, сибирской язвы, туляремии".

2.18. МУК 4.2.2316-08 "Методы контроля бактериологических питательных сред".

2.19. МУ 1.3.2569-09 "Организация работы лабораторий, использующих методы амплификации нуклеиновых кислот при работе с материалом, содержащим микроорганизмы I-IV групп патогенности".

2.20. МУ 4.2.2495-09 "Определение чувствительности возбудителей опасных бактериальных инфекций (чумы, сибирской язвы, холеры, туляремии, бруцеллеза, сапа и мелиоидоза) к антибактериальным препаратам".

3. Перечень сокращений

ЛПС - липополисахарид

ЛПУ - лечебно-профилактическое учреждение

ООИ - особо опасные инфекции

СП - санитарно-эпидемиологические правила

СанПиН - санитарно-эпидемиологические правила и нормативы

МУ - методические указания

ПБА - патогенный биологический агент

МФА - метод флуоресцирующих антител

ИФА - иммуноферментный анализ

ПЦР - полимеразная цепная реакция

РА - реакция агглютинации

РНГА - реакция непрямой гемагглютинации

РТНГА - реакции торможения непрямой гемагглютинации

РНАт - реакция нейтрализации антител

МИС - магноиммуносорбенты

РЛА - реакция латекс-агглютинации

ИХ - иммунохроматография

ИХ-тест - иммунохроматографический тест

4. Общие положения

Характеристика болезни и возбудителя туляремии

Туляремия - зоонозная системная природно-очаговая бактериальная инфекционная болезнь, характеризующаяся симптомами общей интоксикации, лихорадкой, воспалительными изменениями в области ворот инфекции, регионарным лимфаденитом, склонностью к затяжному течению.

Основными резервуарами и источниками возбудителя туляремии в естественных условиях являются дикие животные (около 50 видов), главным образом различные виды грызунов, и зайцы. На территории природных очагов туляремии могут заражаться овцы, свиньи, крупный рогатый скот. Резервуаром и переносчиками возбудителя являются также кровососущие членистоногие: иксодовые и гамазовые клещи, комары, слепни, блохи. Больной человек эпидемиологической опасности не представляет.

Как и для всех зоонозов, для туляремии характерна множественность механизмов (аспирационный, контактный, фекально-оральный, трансмиссивный), а также путей и факторов передачи. В соответствии с Международной статистической классификацией болезней и проблем, связанных со здоровьем (Десятый пересмотр. Женева, 2003, (МКБ-10), и по локализации основного патологического процесса различают следующие формы туляремии:

А21.0 - ульцерогландулярную (язвенно-бубонную);

А21.1 - окулогландулярную (глазо-бубонную);

А21.2 - легочную;

А21.3 - желудочно-кишечную (абдоминальную);

А21.7 - генерализованную;

А21.8 - другие формы туляремии (ангинозно-бубонную);

5.1.1. Требования к лабораториям лечебно-профилактических учреждений, осуществляющим исследования на туляремию

Лечебно-профилактические учреждения, лаборатории которых осуществляют диагностические исследования на туляремию, должны иметь лицензию на осуществление деятельности, связанной с использованием возбудителей III-IV групп патогенности (опасности).

Лаборатории ЛПУ должны иметь санитарно-эпидемиологическое заключение о возможности проведения работ с микроорганизмами III-IV групп патогенности (опасности) в соответствии с действующими СП о порядке выдачи санитарно-эпидемиологического заключения о возможности проведения работ с возбудителями инфекционных заболеваний человека I-IV групп патогенности (опасности), генно-инженерно-модифицированными микроорганизмами, ядами биологического происхождения и гельминтами.

Учет, хранение, передача и транспортирование выделенных культур холерных вибрионов (подозрительных) должны осуществляться в соответствии с действующими нормативными документами о порядке учета, хранения, передачи и транспортирования микроорганизмов I-IV групп патогенности.



Проведение исследований на всех этапах - отбор проб, их хранение, доставка в лабораторию, регистрация, порядок исследования, выдача результатов, взаимодействие с учреждениями Роспотребнадзора - должно соответствовать требованиям действующих нормативных и распорядительных документов.



Исследования на туляремию могут выполнять специалисты не моложе 18 лет с высшим и средним медицинским, биологическим образованием, окончившие курсы подготовки по специальности "Бактериология" с освоением методов безопасной работы с возбудителями инфекционных болезней III-IV групп патогенности (опасности), имеющие допуск к работе с ПБА III-IV групп патогенности на основании приказа руководителя учреждения. Специалисты, проводящие диагностические исследования на туляремию, должны иметь необходимые профессиональные навыки в соответствии с номенклатурой проводимых исследований (прилож. 8).

Специалисты, осуществляющие деятельность, связанную с использованием возбудителей инфекционных болезней, должны повышать квалификацию не реже одного раза в пять лет и иметь сертификат специалиста.









Контроль качества диагностических исследований на туляремию в лабораториях ЛПУ включает:












Правила ведения документации





Для забора материала и проведения диагностических исследований на туляремию в бактериологических лабораториях ЛПУ должны быть в наличии:





Персонал должен быть обеспечен спецодеждой и средствами индивидуальной защиты (для отбора проб клинического материала и проведения иммуносерологических реакций).

5.1.2. Номенклатура и объем исследований

В ЛПУ производят отбор клинического материала от лиц с подозрением на туляремию, больных различными формами туляремии и вакцинированных, а также секционного материала от умерших лиц.

В бактериологических лабораториях ЛПУ проводят исследования сывороток крови от больных туляремией и вакцинированных против туляремии лиц иммуносерологическими и аллергологическим методами:

1) выявление антител в парных сыворотках;

2) проведение реакции лизиса лейкоцитов.

Врач-инфекционист ЛПУ осуществляет оценку аллергологического статуса больных путем постановки аллергической пробы с тулярином.

5.1.3. Порядок лабораторной диагностики туляремии в лабораториях лечебно-профилактических учреждений

Отбор и транспортирование проб клинического материала

Материал от больных забирает медицинский персонал ЛПУ при поступлении больного, до начала лечения антибактериальными препаратами. Забор проб осуществляют два медицинских работника, один из которых врач-инфекционист или терапевт (хирург), подготовленный по вопросам диагностики особо опасных инфекций и соблюдения требований биологической безопасности при работе с клиническим материалом, подозрительным на содержание возбудителей инфекционных болезней I-II групп патогенности. Материал от вакцинированных лиц забирает медицинский персонал ЛПУ

Секционный материал забирают медицинские работники патолого-анатомических отделений (или БСМЭ) в присутствии специалиста по особо опасным инфекциям, руководствуясь действующими методическими указаниями по организации и проведению первичных противоэпидемических мероприятий в случаях выявления больного (трупа), подозрительного на заболевания инфекционными болезнями, вызывающими чрезвычайные ситуации в области санитарно-эпидемиологического благополучия населения, с соблюдением регламентированных требований биологической безопасности при работе с патогенными биологическими агентами I-II групп.

Для направления в бактериологические лаборатории учреждений Роспотребнадзора забирают:

от больных людей в зависимости от клинической формы болезни: содержимое бубона, материал из зева, с конъюнктивы глаза, отделяемое язвы, мокроту, кровь;

от умерших людей: увеличенные лимфатические узлы, измененные участки легких и селезенки, трахеи;

от вакцинированных людей: кровь.

Забор проб всех видов материала осуществляют в стерильную стеклянную или пластиковую посуду, соответствующую объему проб.

Пунктат из бубона берут до 14-20 суток болезни шприцем емкостью не менее 5 мл. Кожу на участке, намеченном для прокола, обрабатывают 70%-м спиртом, а затем смазывают 5%-м раствором йода и вновь протирают 70%-м спиртом. Иглу вводят с таким расчетом, чтобы ее острие достигло центральной части бубона, после чего, оттянув до отказа поршень, медленно вынимают иглу. Содержимое переносят в стерильную пробирку с завинчивающейся пробкой. Можно перед взятием материала ввести в бубон 0,3-0,5 мл стерильного 0,9%-го раствора натрия хлорида и затем отобрать содержимое. При вскрывшемся бубоне забирают материал отдельно из периферической плотной части и отделяемое свища.

Перед взятием отделяемого язвы, папулы, везикулы или отторгнутого струпа прединъекционной дезинфицирующей салфеткой осторожно очищают кожу вокруг пораженного места, при необходимости стерильной марлевой салфеткой удаляют некротические массы, гной. Прокатывая тампон по раневой поверхности от центра к периферии в течение 5-10 с абсорбируют материал на тампон. Тампон с материалом помещают в пробирку или транспортную среду. При использовании шприца иглу вводят у края везикулы (пустулы) и затем продвигают к середине. У язв пунктируют плотный край.

Мокроту собирают в специальные широкогорлые контейнеры с завинчивающейся крышкой.

Отделяемое слизистой зева забирают натощак или через 3-4 ч после еды. Аккуратно прижимая язык шпателем, вводят тампон между дужками миндалин и язычком (нельзя касаться тампоном губ, щек, языка) и собирают материал с задней поверхности глотки, миндалин и участков воспаления или изъязвления слизистой. Тампон с материалом помещают в стерильную пробирку или в пробирку с транспортной или питательной средой.

Кровь для исследований берут с соблюдением правил асептики и мер индивидуальной защиты. Кровь забирают из локтевой вены в количестве 10-20 мл одноразовым шприцем и переносят в пробирку для посева на питательные среды и заражения биопробных животных, в пробирку с антикоагулянтом (4%-й раствор натрия цитрата в отношении 1:10 к объему крови или 6%-й раствор ЭДТА в отношении 1:20 к объему крови) для ПЦР-анализа, в пробирку для получения сыворотки для иммуносерологических реакций.

Для постановки кровяно-капельной реакции агглютинации и реакции лейкоцитолиза кровь берут из пальца.

Отделяемое конъюнктивы глаза следует забирать до 17 суток болезни с помощью стерильного тампона, предварительно увлажненного 0,9%-м раствором натрия хлорида. Пробы из каждого глаза собирают отдельными тампонами двумя-тремя круговыми движениями по слизистой оболочке глаза. Тампон с материалом помещают в стерильную пробирку или транспортную среду. При наличии обильного гнойного отделяемого стерильным сухим ватным тампоном берут гной с внутренней поверхности нижнего века движением к внутреннему углу глазной щели. Необходимо следить, чтобы ресницы не касались тампона (придерживать веко рукой). Доставка материала в лабораторию в течение 1 ч, если используются специальные транспортные среды - в течение суток.

Емкости с пробами маркируют, обрабатывают снаружи дезинфицирующим раствором, упаковывают в полиэтиленовый пакет с застежкой-молнией и помещают в контейнер для транспортирования биологического материала на исследование. Контейнер с упакованным материалом опечатывают и отправляют в лабораторию с нарочным на специально выделенном транспорте. Поверхность стола после упаковки проб обрабатывают дезинфицирующим раствором.

На доставляемые в лабораторию пробы заполняют направление (прилож.1), в котором указывают: адрес учреждения, в которое направляется проба (пробы); фамилию, имя, отчество больного (умершего); пол, возраст, место жительства, дату заболевания, дату обращения за медицинской помощью, дату госпитализации, предварительный диагноз; особенности эпидемиологического анамнеза; проводилась ли больному до взятия материала антибактериальная терапия (когда, какие использовались препараты, в какой дозе); вид материала, взятого для бактериологического исследования; цель исследования; дату и час забора материала; адрес, по которому следует сообщить результаты бактериологического исследования; наименование учреждения, должность, фамилию и инициалы лица, направляющего пробу (пробы), подпись; время доставки пробы; должность, фамилию и инициалы принявшего пробы.

Материал транспортируют в лабораторию в сумке-холодильнике. В случае отсутствия условий для хранения материала на холоде время от момента взятия материала до начала исследования не должно превышать 5-6 ч.



Постановку и учет иммуносерологических реакций проводят в бактериологической лаборатории ЛПУ в соответствии с инструкциями по применению диагностических препаратов. В динамике заболевания исследуют парные сыворотки с интервалом 7-10 дней. Диагностически достоверным является 4-кратное и более увеличение титра антител.

Гиперчувствительность у больных и вакцинированных лиц определяют in vitro

Постановку и учет результатов аллергической пробы с тулярином (аллерген туляремийный жидкий, суспензия для накожного скарификационного нанесения) у лиц, зараженных или подозрительных на зараженность туляремией, осуществляет врач-инфекционист ЛПУ в соответствии с инструкцией по применению препарата.

Следует помнить, что аллергическая проба остается положительной у лиц, переболевших туляремией.

5.1.4. Оформление результатов исследования

Регистрацию результатов серологического и аллергического исследования сывороток на туляремию в бактериологических лабораториях ЛПУ осуществляют в соответствии с учетными формами, установленными в учреждении. Выдача ответов для историй болезней - по унифицированным формам.

5.1.5. Порядок взаимодействия лечебно-профилактических учреждений с организациями Роспотребнадзора

5.2. Порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании (городе и административных районах субъекта, объединенных по территориальному признаку) в субъекте Российской Федерации

5.2.1. Требования к лабораториям филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании в субъекте Российской Федерации, осуществляющим исследования на туляремию

Наличие разрешительных и регламентирующих работу документов

ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации, на базе филиалов которого функционируют бактериологические лаборатории, должен иметь лицензию на осуществление деятельности, связанной с использованием возбудителей II-IV (или III-IV) групп патогенности (опасности).

Лаборатории филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании в субъекте Российской Федерации, выполняющие исследования на туляремию, должны иметь санитарно-эпидемиологическое заключение о возможности проведения работ с микроорганизмами III-IV групп патогенности (опасности) в соответствии с действующими СП о порядке выдачи санитарно-эпидемиологического заключения о возможности проведения работ с возбудителями инфекционных болезней человека I-IV групп патогенности (опасности), генно-инженерно-модифицированными микроорганизмами, ядами биологического происхождения и гельминтами.

Лаборатории филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании в субъекте Российской Федерации должны быть аккредитованы на техническую компетентность в установленном порядке в соответствии с действующей законодательной базой Российской Федерации.

Учет, хранение, передача и транспортирование проб клинического материала должны осуществляться в соответствии с действующими СП о порядке учета, хранения, передачи и транспортирования микроорганизмов I-IV групп патогенности.

Утилизация отходов должна осуществляться в соответствии с действующими санитарно-эпидемиологическими требованиями к обращению с медицинскими отходами.



Требования к специалистам и персоналу, участвующим в выполнении исследований на туляремию

Исследования на туляремию могут выполнять специалисты не моложе 18 лет с высшим и средним медицинским, биологическим образованием, окончившие курсы подготовки по специальности "Бактериология" с освоением методов безопасной работы с возбудителями инфекционных болезней III-IV групп патогенности (опасности), имеющие допуск к работе с ПБА III-IV групп на основании приказа руководителя учреждения. Специалисты, проводящие диагностические исследования на туляремию, должны иметь необходимые профессиональные навыки в соответствии с номенклатурой проводимых исследований (прилож.8).

Специалисты, осуществляющие деятельность, связанную с использованием возбудителей инфекционных болезней, должны иметь сертификат специалиста и повышать квалификацию не реже одного раза в пять лет.

Требования к обеспечению безопасности работы персонала

Каждая лаборатория, выполняющая исследования на туляремию, должна иметь пакет документов, определяющих режим безопасной работы сотрудников с учетом характера работ, особенностей технологии, свойств микроорганизмов. Документы должны быть согласованы с комиссией по контролю соблюдения требований биологической безопасности, специалистами по охране труда, противопожарным мероприятиям и утверждены руководителем учреждения. Результаты проверок знаний правил техники безопасности персонала при проведении работ фиксируются в специальном журнале.

Все сотрудники должны выполнять требования по обеспечению безопасности работы с материалом, подозрительным или зараженным возбудителями инфекционных болезней III-IV групп патогенности (опасности), в соответствии с действующими нормативными документами.

Сотрудники учреждения, привлекаемые к эпизоотологическому обследованию энзоотичной территории, должны быть вакцинированы против туляремии с последующим контролем уровня иммунитета и регистрацией результатов в специальном журнале.

Порядок организации внутреннего контроля качества лабораторных исследований

Контроль качества диагностических исследований на туляремию в лабораториях включает:

контроль качества диагностических препаратов и тест-систем, дистиллированной воды, химических реактивов и дезинфицирующих средств;

своевременную поверку средств измерений, аттестацию испытательного оборудования;

контроль качества стерилизации лабораторной посуды;

контроль работы паровых и суховоздушных стерилизаторов;

контроль работы бактерицидных ламп;

контроль температурного режима холодильников;

контроль температурного режима термостатов;

проверку состояния воздуха производственных помещений и боксов, температурного режима, влажности;

проверку санитарного состояния помещений, включая условия уборки, дезинфекции, контроль смывов с поверхностей и оборудования.

Результаты контроля фиксируют в специальных журналах.

Правила ведения документации

Ведение лабораторной документации, включая регистрационные и рабочие журналы, осуществляют в соответствии с требованиями действующих нормативно-методических документов.

Требования к материальным ресурсам, необходимым для выполнения диагностических исследований на туляремию

Для проведения диагностических исследований на туляремию в бактериологических лабораториях филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" должны быть в наличии:

диагностические препараты, тест-системы, зарегистрированные в установленном порядке (прилож.3);

химические реактивы (прилож.4);

приборы, оборудование, расходные материалы (прилож.5, 6).

Рекомендуется для забора материала иметь комплект медицинский (укладку универсальную для забора материала от людей и из объектов окружающей среды для исследования на особо опасные инфекционные болезни).

Персонал должен быть обеспечен спецодеждой и средствами индивидуальной защиты.

5.2.2. Номенклатура и объем исследований

Лаборатории филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальных образованиях в субъекте Российской Федерации при осуществлении эпидемиологического надзора проводят контроль состояния противотуляремийного иммунитета у вакцинированных людей.

Исследования осуществляют в следующем объеме:

1) выявление антител;

2) постановка реакции лизиса лейкоцитов.

Если лаборатория ЛПУ не выполняет серологические исследования на туляремию, сыворотку больных или с подозрением на это заболевание исследуют в филиале ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации (по договоренности).

5.2.3. Порядок лабораторной диагностики туляремии в лабораториях филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании в субъекте Российской Федерации

Состояние иммунитета у вакцинированных проверяют через 5 лет после вакцинации и в последующем - 1 раз в 2 года.

Контроль состояния противотуляремийного иммунитета осуществляют с помощью аллергологического (реакция лейкоцитолиза) или одного из серологических методов исследования (РА, реакция объемной агломерации, РНГА, ИФА). При этом предпочтительнее использовать серологические методы исследования. Материалом для исследования являются кровь и сыворотка крови вакцинированного. При необходимости можно использовать кровяно-капельную реакцию, которая позволяет выдать ответ в течение 5 мин и может быть поставлена с сухой каплей крови.

От больных или лиц с подозрением на туляремию в динамике заболевания исследуют парные сыворотки с интервалом 7-10 дней. Диагностически достоверным является 4-кратное и более увеличение титра антител.

Гиперчувствительность у вакцинированных и больных лиц определяют in vitro в реакции лейкоцитолиза в соответствии с действующими методическими указаниями по эпидемиологическому надзору за туляремией.

5.2.4. Оформление результатов исследования

Регистрацию результатов исследований в лабораториях филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании в субъекте Российской Федерации осуществляют в соответствии с учетными формами, установленными в учреждении. Выдача ответов - по унифицированным формам.

5.2.5. Порядок взаимодействия филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании в субъекте Российской Федерации с другими организациями Роспотребнадзора

Информация о результатах лабораторной диагностики туляремии в лаборатории филиала ФБУЗ Центр гигиены и эпидемиологии в субъекте Российской Федерации передаётся в соответствии с действующими нормативными документами.

5.3. Порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации

5.3.1. Порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации, в структуре которых отсутствуют отделы и лаборатории особо опасных инфекций

Порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для лабораторий ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъектах Российской Федерации, в структуре которых отсутствуют отделы или лаборатории особо опасных инфекций, соответствует порядку организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для лабораторий филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации (раздел 5.2).

5.3.2. Порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для лабораторий особо опасных инфекций ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации

5.3.2.1. Требования к лабораториям особо опасных инфекций ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации, осуществляющим исследования на туляремию.

Наличие разрешительных и регламентирующих работу документов

ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации, на базе которых функционируют лаборатории особо опасных инфекций, выполняющие исследования на туляремию, должны иметь лицензию на осуществление деятельности, связанной с использованием возбудителей II-IV групп патогенности (опасности).

Лаборатории ООИ ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации, осуществляющие исследования на туляремию, должны иметь санитарно-эпидемиологическое заключение о возможности проведения работ с микроорганизмами II-IV групп патогенности (опасности) в соответствии с действующими СП о порядке выдачи санитарно-эпидемиологического заключения о возможности проведения работ с возбудителями инфекционных болезней человека I-IV групп патогенности (опасности), генно-инженерно-модифицированными микроорганизмами, ядами биологического происхождения и гельминтами.

Лаборатории ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации должны быть аккредитованы на техническую компетентность в установленном порядке в соответствии с действующей законодательной базой Российской Федерации.

Учет, хранение, передача и транспортирование выделенных подозрительных культур возбудителя туляремии и/или проб клинического материала должны осуществляться в соответствии с действующими СП о порядке учета, хранения, передачи и транспортирования микроорганизмов I-IV групп патогенности.

Утилизация отходов должна осуществляться в соответствии с регламентированными санитарно-эпидемиологическими требованиями к обращению с медицинскими отходами.

Проведение исследований на всех этапах: отбор проб, их хранение, доставка в лабораторию, регистрация, порядок исследования, выдача результатов, взаимодействие с организациями Роспотребнадзора должны соответствовать требованиям действующих нормативных документов.

Требования к специалистам и персоналу, участвующим в выполнении исследований на туляремию

Исследования на туляремию могут выполнять специалисты не моложе 18 лет с высшим и средним медицинским, биологическим образованием, окончившие курсы подготовки по специальности "Бактериология" с основами безопасной работы с патогенными биологическими агентами (ПБА) I-II групп, имеющие допуск к работе с ПБА II-IV групп на основании приказа руководителя учреждения. Специалисты, проводящие исследования на туляремию, должны иметь необходимые профессиональные навыки (прилож.8).

Специалисты, осуществляющие деятельность, связанную с использованием возбудителей инфекционных болезней, должны иметь сертификаты и повышать квалификацию не реже одного раза в пять лет.

Требования к обеспечению безопасности работы персонала

Каждая лаборатория, осуществляющая исследования на туляремию, должна иметь пакет документов, определяющих режим безопасной работы сотрудников с учетом характера работ, особенностей технологии, свойств микроорганизмов. Документы должны быть согласованы с комиссией по контролю соблюдения требований биологической безопасности, специалистами по охране труда, противопожарным мероприятиям и утверждены руководителем учреждения. Результаты проверок знаний правил техники безопасности персонала при проведении работ фиксируются в специальном журнале.

Специалисты, осуществляющие эпизоотологическое обследование энзоотичной по туляремии территории и его лабораторное обеспечение, должны быть вакцинированы против туляремии с последующим контролем уровня иммунитета и регистрацией результатов в специальном журнале.

Все сотрудники должны выполнять требования по обеспечению безопасности работы с материалом, подозрительным или зараженным возбудителями инфекционных болезней I-II групп патогенности (опасности), в соответствии с действующими нормативными документами.

Порядок организации внутреннего контроля качества лабораторных исследований

Контроль качества диагностических исследований на туляремию в лабораториях ООИ ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" включает:

контроль качества питательных сред, диагностических препаратов и тест-систем, дисков с антибактериальными препаратами, дистиллированной воды, химических реактивов и дезинфицирующих средств;

своевременную поверку средств измерений, аттестацию испытательного оборудования;

контроль качества стерилизации лабораторной посуды;

контроль работы паровых и суховоздушных стерилизаторов;

контроль работы бактерицидных ламп;

контроль температурного режима холодильников;

контроль температурного режима термостатов;

проверку состояния воздуха производственных помещений и боксов, температурного режима, влажности;

проверку санитарного состояния помещений, включая условия уборки, дезинфекции, контроль смывов с поверхностей и оборудования.

Результаты контроля фиксируют в специальных журналах.

Правила ведения документации

Ведение лабораторной документации, включая регистрационные и рабочие журналы, осуществляют ежедневно в соответствии с требованиями действующих методических документов.

Требования к материальным ресурсам, необходимым для выполнения диагностических исследований на туляремию

Для проведения диагностических исследований на туляремию в лабораториях должны быть в наличии:

питательные среды, зарегистрированные в установленном порядке (прилож.2);

диагностические препараты, тест-системы, антибактериальные препараты, зарегистрированные в установленном порядке (прилож.3, 7);

химические реактивы (прилож.4);

приборы, оборудование, расходные материалы (прилож.5, 6);

комплект медицинский (укладка универсальная для забора материала от людей и из объектов окружающей среды для исследования на особо опасные инфекционные болезни).

Питательные среды подлежат обязательному контролю согласно действующим методическим указаниям по контролю диагностических питательных сред по биологическим показателям (для возбудителя туляремии).

5.3.2.2. Номенклатура и объем исследований.

Лаборатории ООИ ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъектах Российской Федерации, проводят:

исследование материала от больных и умерших с подозрением на туляремию;

исследование материала от лиц, подлежащих обследованию на туляремию в соответствии с требованиями эпиднадзора (по согласованию);

исследование проб, собранных в ходе эпизоотологического обследования территории;

исследование проб из объектов окружающей среды;

идентификацию выделенных культур возбудителя туляремии по сокращенной схеме;

контроль качества и ингибирующих свойств питательных сред.

Диагностические исследования материала осуществляют в следующем объеме:

а) индикация возбудителя в нативном материале методами экспресс- и ускоренной диагностики (МФА, ПЦР, ИФА, РА, РНГА, РНАт, селективное концентрирование на МИС с последующей постановкой ИФА);

б) постановка биологической пробы;

в) посев на питательные среды с целью выделения чистой культуры возбудителя;

г) выявление антител к возбудителю туляремии;

д) идентификация выделенной культуры по сокращенной схеме.

5.3.2.3. Порядок диагностических исследований на туляремию в лабораториях особо опасных инфекций ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации.

Порядок исследования клинического материала

Отбор материала осуществляют в соответствии с п.5.1.

Для выявления возбудителя туляремии используют диагностические препараты и сложные агаровые или желточные среды с добавлением цистеина, тканевых экстрактов, дефибринированной крови, глюкозы, зарегистрированные в установленном порядке. Каждая серия агара должна быть проверена на чувствительность к росту туляремийного микроба согласно действующим нормативно-методическим документам. Для подавления роста посторонней микрофлоры используют пенициллин (100 ед./мл), ампициллин (100 ед./мл), полимиксин В (50-100 мкг/мл), кефзол (или цефалексин), амфотерицин В (или амфоглюкамин), ристомицина сульфат и некоторые другие антибактериальные препараты.

Объекты с посевами инкубируют при температуре 37 °С. Просмотр посевов осуществляют через 24-48 ч (далее - ежедневно в течение 10 суток от момента посева).

Подготовку проб для ПЦР осуществляют в соответствии с требованиями методических указаний по организации работы лабораторий, использующих методы амплификации нуклеиновых кислот при работе с материалом, содержащим микроорганизмы I-IV групп патогенности.

Исследование материала от больного человека (трупа)

I этап:

приготовление мазков, окраска фиксированных мазков по Грамму, Романовскому-Гимзе, иммуноглобулинами флюоресцирующими туляремийными;

постановка ПЦР;

постановка иммуносерологических реакций для обнаружения антигенов и антител к возбудителю туляремии (РА, МФА, РНГА, РНАт, ИФА и др.);

постановка реакции лейкоцитолиза (кровь больного);

заражение биопробных животных (морские свинки внутрибрюшинно; белые мыши внутрибрюшинно или подкожно (кровь, пунктат бубона), подкожно (мокрота, мазок из зева, вскрывшийся бубон, отделяемое язвы, конъюнктивы);

посев на плотные питательные среды (кровь, пунктат бубона);

посев на плотные питательные среды с ингибиторами посторонней флоры (мокрота, мазок из зева, субстрат из вскрывшегося бубона, отделяемое язвы, конъюнктивы).

II этап (2-6 ч от начала исследования):

учет результатов МФА, ИФА, ПЦР;

учет результатов РА, РПГА и РНАт через 18-24 ч;

выдача предварительного положительного ответа на основании наличия в мазках мелких кокковидных палочек грамотрицательных или сиреневого цвета при окраске по Романовскому-Гимзе, их специфического свечения при окраске мазка иммуноглобулинами флуоресцирующими туляремийными, положительного результата ПЦР, положительных иммуносерологических реакций при отрицательных контролях.

III этап (48-72 ч от начала исследования):

просмотр посевов нативного материала на агаровых пластинках;

бактериоскопия мазков из подозрительных колоний (окраска по Граму);

постановка ИХ-теста для экспресс-идентификации туляремийного микроба с материалом из подозрительных колоний;

отсев подозрительных колоний туляремийного микроба на питательный агар для выделения чистой культуры;

выдача подтверждения предварительного положительного ответа на основании наличия характерного роста на плотных питательных средах, наличия в мазках из колоний мелких грамотрицательных кокковидных палочек, положительного ИХ-теста для экспресс-идентификации туляремийного микроба.

IV этап (3-5-е сутки от начала исследования):

после накопления чистой культуры постановка тестов для ее идентификации. Идентификацию выделенной культуры проводят по следующим тестам:

морфология клетки, характер окраски по Граму и иммуноглобулинами флуоресцирующими туляремийными;

характер роста на питательных средах FT-arape или на свернутой желточной среде Мак-Коя;

отсутствие роста на простых питательных средах (мясопептонном агаре и/или бульоне);

агглютинация культур специфической туляремийной сывороткой или постановка РЛА с выделенной культурой;

экспресс-идентификация туляремийного микроба с использованием ИХ-теста;

выявление видоспецифичных ДНК-мишеней методом ПЦР;

вскрытие павших биопробных животных, посев органов и крови на плотные питательные среды, приготовление и просмотр мазков-отпечатков органов, постановка ПЦР с суспензиями органов.

V этап (5-15-е сутки от начала исследования):

учет результатов идентификации культур;

просмотр посевов материала от павших биопробных животных;

вскрытие и исследование забитых биопробных животных;

выдача окончательного положительного ответа проводится на основании выделения чистой культуры туляремийного микроба из посевов нативного материала, его идентификации по морфологическим, культуральным свойствам, положительных результатов иммуносерологических реакций, наличию ДНК возбудителя, а также на основании выделения идентичных культур от павших или забитых лабораторных животных.

Вторая группа . Высоковосприимчивые, но малочувствительные млекопитающие (заражаются при попадании в организм единичных микробных клеток возбудителя туляремии, болеют тяжело, но быстро освобождаются от микроба, приобретая устойчивый иммунитет). К этой группе относятся полевая мышь, все виды крыс и сусликов, белки, бурундуки, бобры, ежи, выхухоль, кутора, белозубка и некоторые другие виды млекопитающих.

Третья группа . Маловосприимчивые и практически нечувствительные млекопитающие. К ним относится большинство хищных млекопитающих и сельскохозяйственных животных.

Схема исследования полевого материала

Лабораторное исследование полевого материала начинают сразу же после его поступления. Допускается его кратковременное хранение (не более 20 ч) при температуре от 4 до 6 °С. При вскрытии зверьков на месте сбора возможно хранение органов и доставка их в лабораторию в консерванте. Консервантами могут служить вазелино-парафиновая смесь (1 часть парафина и 10 частей вазелинового масла смешивают и стерилизуют 45 мин прогреванием на кипящей водяной бане), 5%-й раствор поваренной соли, кроме того, используют глубокое замораживание в жидком азоте и др. В консервантах и при низкой температуре органы животных можно сохранять в течение одного месяца.

Исследование проводят биологическим, бактериоскопическими (световая и люминесцентная микроскопия), бактериологическими (посев на питательные среды, выделение чистых культур и их идентификация), молекулярно-генетическим (ПЦР-анализ) и иммуносерологическими (РА, РЛА, РНГА, РНАт, РНАг, ИФА) методами. Схема исследования материала зависит от группы чувствительности животных и от того, в каком виде доставлен материал.

Мелких млекопитающих , добытых в природе орудиями лова или живыми, исследуют групповым методом, объединяя в одну пробу органы нескольких зверьков (5-10) одного вида и пойманных в одном месте.

Для исследования отбирают кусочки селезенки, печени, лимфатические узлы, кровь или "смывы" из грудной полости. Материал исследуют биологическим, молекулярно-генетическим и иммуносерологическими методами.

Суспензию органов используют для заражения биопробных животных и выявления антигенов и ДНК возбудителя туляремии. Сыворотку крови или "смывы" из грудной полости исследуют на наличие антител к возбудителю туляремии.

Трупы зверьков , погибших в природе, павших в лаборатории, или животных, у которых при вскрытии обнаружены патолого-анатомические изменения, характерные для туляремии, подвергают индивидуальному исследованию. Кусочки селезенки, печени, почек, лимфатические узлы, костный мозг исследуют биологическим, бактериологическим, молекулярно-генетическим и иммуносерологическими методами.

В условиях установленной эпизоотии при исследовании животных первой группы можно ограничиться посевом органов на питательные среды и бактериоскопией мазков из органов, сохраняя часть их на холоде до получения результатов исследований. В сомнительных случаях прибегают к биологическому методу. Животных второй и третьей групп биологическим методом исследуют обязательно.

Вероятность обнаружения возбудителя туляремии в органах животных первой группы при микроскопическом исследовании (лучше использовать люминесцентную микроскопию) значительно выше, чем при бактериоскопии мазков из органов трупов животных второй группы.

Домашние животные (крупный рогатый скот, свиньи, овцы, северные олени) относятся к видам, малочувствительным к туляремии (третья группа). При их исследовании используют главным образом иммуносерологические методы (РА, РНГА, ИФА), реже - внутрикожную пробу с тулярином. Бактериологический и биологический методы применяют только при обследовании павших, забитых или больных животных. Исследуют в первую очередь лимфатические узлы и селезенку. При серологическом исследовании следует учитывать возможность обнаружения перекрестных реакций с бруцеллами и микробной флорой кишечника животных. Целесообразно исследовать сыворотки домашних животных, по крайней мере, в двух серологических реакциях. Положительные реакции в РНГА следует контролировать в РТНГА.

Погадки хищных птиц и помет хищных млекопитающих рекомендуется исследовать индивидуально. Гибель туляремийного микроба в погадках и помете происходит быстро (в первые сутки; при отрицательных температурах, возможно, медленнее), в связи с чем биологическое и бактериологические исследования этого материала нецелесообразны. Пробы погадок и помета используют для поиска антигена возбудителя туляремии иммуносерологическими методами и ДНК методом ПЦР.

Кровососущих насекомых и других беспозвоночных животных исследуют групповым методом, в одну пробу объединяют насекомых или беспозвоночных животных одного вида (рода) и добытых из одного места.

Взрослых иксодовых клещей объединяют до 50 особей.

Личинок объединяют по 100-200 экземпляров, нимф - по 50-100 в зависимости от степени их упитанности. Промывание личинок и нимф иксодовых клещей в спирте не проводят, т.к. это может повредить анализу.

Блох, гамазовых клещей, вшей сортируют по видам (родам), а также по видам зверьков, с которых они были собраны, помещают в стерильные пробирки и далее подвергают обработке по той же методике, что личинок и нимф иксодовых клещей.

Кровососущих двукрылых насекомых усыпляют парами эфира для ограничения подвижности. У слепней предварительно отстригают конечности и крылья, комаров и мошек исследуют целиком. В один анализ включают до 25-50 слепней или до 100 комаров, или до 250 мошек.

Гидробионтов - ручейников, бокоплавов, дафний, циклопов и других перед исследованием промывают в нескольких порциях воды и 1-2 порциях стерильной дистиллированной воды. У животных, имеющих чехлики или раковинки, последние по возможности удаляют. Животных объединяют в группы по 5-10-50 экземпляров в зависимости от размеров особей отдельных видов.

Обнаружение туляремийного микроба или его ДНК в организме беспозвоночных наиболее эффективно при использовании биологического метода и ПЦР. Также возможно обнаружение специфического антигена туляремийного ЛПС с помощью ИХ-теста.

Пробы воды (100-200 мл) берут из различных водоемов: речек, ручьев, прудов, озер, болот, колодцев и т.п. Наиболее эффективно исследование воды в поименно-болотных очагах туляремии в зимнее время. Пробы берутся в затененном месте, на глубине 10-20 см от поверхности стоячей или слабопроточной воды. Из каждой точки следует брать по 2 пробы. Отбирают пробы в местах обитания зверьков (возле кормовых столиков, нор, хаток бобров или ондатр). Для концентрирования возбудителя используют фильтрование, центрифугирование, магнитные сорбенты и другие приемы. Для исследования используют биологический метод (белой мыши вводят подкожно до 1 мл, а морской свинке - до 5 мл воды), молекулярно-генетический и иммуносерологические методы, направленные на выявление ДНК и антигенов возбудителя туляремии.

Произошла ошибка

Платеж не был завершен из-за технической ошибки, денежные средства с вашего счета
списаны не были. Попробуйте подождать несколько минут и повторить платеж еще раз.

Содержание животных в питомниках должно по возможности соответствовать условиям существования их в природе. Это положение особенно относится к диким, родившимся на воле животным и птицам (дикие голуби, воробьи, домашние серые мыши и крысы). В небла­гоприятных для них условиях содержания и кормления эти животные быстро погибают в неволе (особенно воробьи и серые мыши). Обязательным условием успешной работы питомника является строгое соблюдение всех ветеринарно-санитарных, зоотехнических и зоогигиенических правил. Последние предусматривают содержание животных в просторных, светлых, сухих и чистых клетках, в хорошо вентилируемых, с нормальной температу­рой помещениях, рациональное и полноценное кормление и проведение про­филактических мероприятий в целях предупреждения различных заболе­ваний. Громадное значение для питомника имеет хороший состав произво­дителей (самцов и самок).

Питомник (виварий) должен иметь несколько отделений для содержания различных видов животных (кролики, морские свинки, мыши и т. д.). В структуру вивария входят:

1. отделение для карантинирования и адаптации вновь поступивших животных;

2. экспериментально-биологическая клиника для содер­жания животных, находящихся в опыте;

3. изоляторы для подозрительных на инфекционные заболевания и заведомо больных животных, уничтожение которых по условиям эксперимента нежелательно;

4. экспериментальное помещение (или манипуляционная), в котором осуществляются взвешивание, термометрия, заражение, вакцинация животных, взятие у них крови и не­которые другие процедуры.

Оборудование экспериментального помещения определяется в каждом конкретном случае задачами и условиями проводимых научных исследований.

Карантинное отделение, отделение для подопытных и изо­лятор для инфицированных животных размещаются в поме­щениях, строго изолированных одно от другого и от всех остальных помещений вивария.

Кроме основных перечисленных выше структурных еди­ниц, в составе вивария должны находиться:

а) кормокух­ня из двух смежных помещений для переработки и изго­товления кормов с самостоятельными выходами в коридор из каждого помещения, кладовая со специально оборудован­ными ларями (металлическими или обитыми внутри жестью) и холодильниками для хранения запаса кормов,

б) дезинфек­ционно-моечное отделение из 2 комнат, объединенных пере­ходным автоклавом или сухожаровой камерой.

Работа дезинфекционно-моечного отделения определяется состоянием материала, поступающего на обработку. Инфи­цированный материал, например клетки, подстилки, кор­мушки, вначале дезинфицируют, а затем подвергают механи­ческой чистке и мойке. Материал, не представляющий опас­ности для заражения, вначале подлежит механической очист­ке, а затем (при необходимости) стерилизации.

Моечное помещение в правильно организованном вива­рии имеет мусоропровод для удаления нечистот и грузоподъ­емник для доставки в виварий материала и оборудования.

Рядом с дезинфекционно-моечным отделением размеща­ются склад чистого (запасного) инвентаря с клетками, поил­ками, кормушками и т. п., бытовые помещения и санитарный блок (душевая и туалет) для обслуживающего персонала.

В соответствии с существующими санитарными правила­ми, виварий размещается в отдельно расположенном здании или на верхнем этаже лабораторного корпуса. При размеще­нии вивария в лабораторном корпусе он должен быть полно­стью изолирован от всех других помещений.

РД-АПК 3.10.07.02-09

МИНИСТЕРСТВО СЕЛЬСКОГО ХОЗЯЙСТВА
РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ

Москва 2009

Разработаны: канд. с.-х. наук, ст. науч. сотр. П.Н. Виноградовым, канд. техн. наук С.С. Шевченко, О.Л. Седовым, Е.С. Гарафутдиновой, М.Ф. Малыгиным (НПЦ «Гипронисельхоз»); д-р вет. наук, проф. В.Г. Тюриным (ГНУ ВНИИВСГЭ)

ВНЕСЕНЫ: НПЦ «Гипронисельхоз».

УТВЕРЖДЕНЫ И ВВЕДЕНЫ В ДЕЙСТВИЕ: заместителем Министра сельского хозяйства Российской Федерации А.И. Беляевым 1 декабря 2009 г.

РАЗРАБОТАНЫ ВПЕРВЫЕ.

Дата введения 15.12.2009

1 Общие положения

1.1. Настоящие методические рекомендации распространяются на все научно-исследовательские организации и учебные заведения АПК России независимо от их организационно-правовой формы, использующие в своей работе лабораторных (экспериментальных, подопытных) животных.

В соответствии с Федеральным законом «О техническом регулировании » (принят Государственной Думой 15 декабря 2002 г. и одобрен Советом Федерации 18 декабря 2002 г.) до принятия соответствующих регламентов техническое регулирование в области принятия ветеринарно-санитарных мер осуществляется в соответствии с Законом Российской Федерации «О ветеринарии» (утвержден 14 мая 1993 г., № 4979-1).

1.2. Методические рекомендации распространяются как на вновь проектируемые объекты для содержания и работы с лабораторными животными - экспериментально-биологические клиники, виварии и др., так и на действующие и реконструируемые.

1.3. Объекты для содержания и работы с лабораторными животными являются научно-вспомогательными подразделениями научно-исследовательских организаций, учебных заведений и создаются для содержания и при необходимости для разведения лабораторных животных, используемых в экспериментальных работах и исследованиях. На этих объектах может проводиться также и самостоятельная разработка отдельных научных вопросов.

1.4. Изложенные в данных методических рекомендациях нормативы и требования по проектированию, строительству и эксплуатации объектов для содержания лабораторных животных направлены на обеспечение безопасности работающего с животными персонала и населения в целом от возникновения антропозаонозов и других заболеваний.

1.5. Разработка, согласование, утверждение и состав проектной документации на строительство объектов для содержания лабораторных животных осуществляются в соответствии с требованиями СНиП 11.01-2003 .

1.6. Объект для содержания лабораторных животных (далее виварий) размещается в отдельно стоящем здании (комплексе зданий) или на верхних этажах лабораторных корпусов ветеринарных государственных научных учреждений, а также на территории учебных заведений.

1.7. Виварии должны быть обеспечены водой питьевого качества, в том числе горячей, электроэнергией, оборудованы канализацией (трубы диаметром не менее 100 мм), приточной и вытяжной вентиляцией, отоплением, охранной и пожарной сигнализацией, иметь удобные подъездные пути.

1.8. Расстояние между отдельно стоящим зданием вивария и сооружениями научно-исследовательских учреждений, в состав которых входит настоящий виварий, должно быть не менее расстояния противопожарных разрывов, установленных действующими правилами пожарной безопасности в Российской Федерации.

1.9. Отдельно стоящие здания вивариев должны быть огорожены глухим забором и отделены от жилого массива санитарно-защитной зоной. Территория должна быть озеленена.

Размеры санитарно-защитной зоны определяются требованиями СаНПиН 2.2.1/2.1.1.1200-03 .

1.10. Размеры санитарно-защитной зоны для вивариев, расположенных в отдельно стоящих административных, производственных зданиях и имеющих изолированный выход, согласовываются в каждом конкретном случае с органами государственного санитарного и ветеринарного надзора.

2. Состав, взаиморасположение и нормы площади помещений вивариев

2.1. В состав каждого вивария должны быть включены помещения, запроектированные в соответствии с действующими строительными нормами и правилами с соблюдением действующих ветеринарно-санитарных требований и зоогигиенических нормативов, в том числе:

комната обслуживающего персонала с индивидуальными шкафчиками для спецодежды;

помещения для приема и карантинирования вновь поступающих в виварий животных;

изолятор;

помещения для содержания подопытных животных (отдельные для каждого вида) или (по согласованию с органами государственного ветеринарного и санитарного надзора) разделенные на секции по видам животных;

стерилизационная или бокс для работы исследователей с незараженными животными, с помещением для вскрытия животных и холодильником для временного хранения трупов;

изолированные помещения для содержания подопытных животных, зараженных культурами возбудителей особо опасных инфекций или радиоактивными веществами (раздельно) с операционной при каждом изолированном помещении, имеющей холодильник и необходимое оборудование для заражения и вскрытия животных;

кормокухня для приготовления кормов (должна быть оборудована плитой и холодильником);

дезинфекционно-моечное отделение для мойки горячей водой, дезинфекции и сушки клеток и другого инвентаря;

склад чистого (обеззараженного) запасного инвентаря: клеток, поилок и др.;

санитарный блок (душевая и туалет);

помещение, оборудованное печью для сжигания трупов животных;

общая холодильная камера для хранения трупов животных;

склад кормов;

склад подстилки;

в отдельном помещении или в отдельно расположенном здании - технический узел для кондиционеров, вентиляционных, электротехнических и других специальных установок.

2.2. В каждом виварии должно быть помещение для приема поступающих животных. В вивариях, в которых содержат мелких грызунов, перед приемным отделением устанавливается утепленный тамбур, в который въезжает и разгружается машина с прибывшими животными.

При размещении вивария на верхних этажах лабораторных корпусов приемное отделение и утепленный тамбур располагаются на первом этаже лабораторного корпуса и связываются с виварием лифтом, используемым только для подъема лабораторных животных.

2.3. Помещение приема представляет собой комнату площадью 12,5 - 18 м2 с естественным и искусственным освещением в соответствии с требованиями .

Высота всех помещений вивария составляет 3 - 3,5 м.

2.4. Помещение карантина состоит из нескольких изолированных комнат площадью 12,5 - 18 м2 и изолируется от помещений, в которых содержатся животные, прошедшие карантин и поступающие для проведения экспериментов.

2.5. К помещениям карантина примыкает помещение изолятора для больных животных и животных с подозрением на заболевания. Площади комнат изолятора аналогичны площадям комнат для карантина.

2.6. Помещения, предназначенные для содержания подопытных животных, могут выходить в один общий коридор или располагаться между двумя коридорами и иметь выходы в каждый из них. При однокоридорной планировке «грязные» и «чистые» службы располагают в разных концах коридора.

При двухкоридорной системе по одному коридору («чистому») поступают корма, прошедшие карантин животные, входят перед началом работы с животными сотрудники в чистой спецодежде и сменной обуви. По другому («грязному») коридору удаляют несъеденные корма и навоз, выносят трупы животных, выходят сотрудники после работы с животными.

При невозможности изоляции «грязных» и «чистых» потоков допускается использование одного и того же помещения для той или другой цели при условии, что оно будет дезинфицироваться каждый раз после прохождения по нему «грязного» потока.

2.7. Площадь помещений для содержания отдельных видов подопытных животных составляет 12,5 - 18 м2; площадь помещения для содержания подопытных животных, разделенная на секции, определяется расчетом.

2.8. Площадь стерилизационной или бокса для работы исследователей с незараженными животными определяется расчетом, исходя из специфики предполагаемой работы.

2.9. Площади изолированных помещений для работы с подопытными животными, зараженными возбудителями особо опасных инфекций, и для работы с подопытными животными, зараженными радиоактивными веществами, а также площади операционных при каждом изолированном помещении определяются расчетом, исходя из условий применяемого технологического и специального оборудования для проведения необходимых манипуляций.

2.10. Общая площадь помещений, занимаемая кормокухней, дезинфекционно-моечным отделением и складом чистого запасного инвентаря, должна составлять примерно 50 % от общей площади помещений, занятых животными (в крупных вивариях этот процент может быть несколько уменьшен).

Кормокухня состоит из двух смежных помещений, предназначенных для переработки и приготовления кормов. Каждое помещение должно иметь выход в коридор.

Дезинфекционно-моечное отделение (одно или несколько) состоит из двух комнат, соединенных проходным автоклавом или проходной сухожаровой камерой.

Устройство дезинфекционно-моечного отделения должно предусматривать различную последовательность его работы:

при наличии инфицированного материала - предварительную стерилизацию инвентаря и подстилки с дальнейшей механической очисткой последнего в другом помещении;

стерилизацию после механической очистки клеток и инвентаря, когда нет опасности наличия зараженного материала.

Независимо от размещения вивария (в отдельно стоящем здании или на верхнем этаже лабораторного корпуса) в дезинфекционно-моечном отделении следует предусматривать мусоропровод для удаления грязной подстилки и механизированный подъем материалов и оборудования.

Склад чистого инвентаря и оборудования размещается рядом с дезинфекционно-моечным отделением.

2.11. Для хранения подстилки (стружки, опилки, торф и др.) выделяются два помещения: одно для простерилизованной и упакованной в используемую данным виварием тару, другое - для хранения вновь приобретенной подстилки.

2.12. При проектировании помещений вивария необходимо обеспечить максимальную изоляцию:

всех его помещений от остальных подразделений, входящих в состав научно-исследовательского учреждения;

помещений изолятора и карантина от остальных помещений вивария;

между кормокухней, помещениями для животных и дезинфекционно-моечным отделением.

2.13. В каждом конкретном случае площадь, занимаемая кормокухней, дезинфекционно-моечным отделением и складом чистого запасного инвентаря, устанавливается в зависимости от применяемого оборудования, степени механизации производственных процессов и видов корма для подопытных животных.

Размеры площадей вышеперечисленных помещений указываются в задании на проектирование.

3. Ветеринарно-санитарные и технологические требования к строительным решениям помещений вивария и инженерному оборудованию

Светильники и осветительная арматура закрытого типа должны быть доступны для влажной очистки.

3.5. Помещения вивария, в которых содержатся лабораторные животные, оборудуются принудительной приточно-вытяжной системой вентиляции, обеспечивающей кратность воздухообмена и температурно-влажностный режим в соответствии с данными, приведенными в табл. .

Вид животных	Температура, °С		Относительная влажность, %		Максимально допустимая концентрация в воздухе
	колебания		колебания		аммиака, мг/л	углекислоты по объему, %
Морские свинки

3.6. Температурно-влажностный режим в других помещениях вивария должен обеспечиваться в соответствии с данными, приведенными в табл. .

Помещение	Температура в холодный и переходный период года, °С	Кратность воздухообмена (объемов в час)
1. Для персонала
2. Для приема животных
3. Для исследований
4. Моечное-стерилизационное
5. Для усыпления (эвтаназии)
6. Вскрывочное
7. Утилизационное		По расчету
	По нормам технологического проектирования для соответствующего вида животных, зверей, птицы
Примечания. 1 Относительная влажность воздуха в производственных помещениях, указанных в пунктах 1 и 3, не должна превышать 75 %, в пунктах 2, 4 - 7 - 80 % и быть не ниже 30 %. Относительная влажность воздуха в помещениях для содержания сельскохозяйственных животных определяется соответствующими нормами (методическими рекомендациями) технологического проектирования. 2 Температура внутреннего воздуха производственных помещений, за исключением помещений для содержания животных, в теплый период года (при температуре наружного воздуха 10 °С и выше) должна быть не более чем на 3 °С выше средней температуры наружного воздуха в 13 ч самого жаркого месяца.

3.7. В теплый период года в помещениях следует предусматривать естественное поступление наружного воздуха через открывающиеся окна.

3.8. Помещения, перечисленные в пункте , должны быть оборудованы канализацией, иметь подводку горячей и холодной воды.

3.9. Виварии должны быть оборудованы локальной системой канализации, включающей в себя все ступени механической и биологической очистки, в связи с потенциальной опасностью перерабатываемых отходов, образующихся в процессе работы вивария.

3.10. Системы канализации следует проектировать разделенными для производственных, хозяйственно-бытовых и ливневых стоков.

Количество и характеристика производственных сточных вод от мойки и дезинфекции технологического оборудования (клеток и инвентаря) и ограждающих конструкций (полов и стен) принимаются по технологической части проекта. Количество бытовых стоков следует принимать в соответствии со СНиП 2.04.01-85* .

3.11. Для отвода и сбора сточных вод после мойки и дезинфекции технологического оборудования и полов следует предусматривать устройство лотков, перекрытых съемными дырчатыми плитами и трапами. Уклон лотков должен быть не менее 0,02.

3.12. При проектировании системы локальной канализации вивариев следует соблюдать следующие требования:

сточные воды из помещений для сжигания трупов подлежат стерилизации в манжусах острым паром при температуре 120 °С в течение 30 мин или в пароструйной установке при температуре 110 °С в течение 10 мин; при наличии особо опасных инфекций сточные воды стерилизуют при 140° и 130 °С в течение 20 и 60 мин соответственно;

производственно-бытовые стоки от мытья полов и мытья и дезинфекции технологического оборудования должны собираться в специальный приемник, а перед спуском в канализацию дезинфицироваться хлорсодержащими препаратами;

ливневые стоки с территории отдельно стоящих вивариев, неблагополучных в ветеринарно-санитарном отношении, подлежат дезинфекции химическими препаратами;

образующиеся механические и биологические осадки сточных вод подвергаются сжиганию.

3.13. Магистральные короба приточно-вытяжной вентиляции, электропитание, трубы водопровода и канализации должны располагаться в специальных нишах коридоров и иметь свободный доступ для проведения осмотра и ремонта.

3.14. Изолированные помещения для содержания подопытных животных, зараженных культурами возбудителей особо опасных инфекций или радиоактивными веществами, и помещение изолятора оборудуются локальными системами вентиляции с фильтрами, обеспечивающими 100 %-ную очистку и дезинфекцию выбрасываемого воздуха. Система вентиляции должна обеспечивать в этих помещениях пониженное (на 3 - 5 мм рт. ст.) давление атмосферного воздуха по отношению к другим помещениям вивария. Вентиляция в этих помещениях за счет открывания окон запрещена.

4. Оборудование вивария и условия размещения животных

4.1. Мыши, крысы, хомяки, морские свинки и кролики размещаются в клетках, устанавливаемых на металлических стеллажах.

4.2. Настенные или другой конструкции стеллажи должны быть со съемными кронштейнами и подвижными полками, что позволяет переоборудовать их под клетки различных габаритных размеров с разными видами лабораторных животных.

4.3. Для расчета производственных площадей необходимо исходить из следующих нормативов размещения животных в клетках (табл. ).

Вид животных	Минимальная площадь дна клетки на одно животное, см2	Число животных
		максимально допустимое в клетке	на 1 м2 площади пола помещения
			65 взрослых или240 молодняка
			20 взрослых или100 молодняка
Морские свинки

Примечания.

1. Для примерного определения производственной площади следует исходить из расчета, что на 1 см2 площади дна клетки должен приходиться 1 г массы животного.

2. Стеллажи размещаются в основном вдоль стен и должны занимать примерно 40 % производственной площади.

4.4. Собаки размещаются в отдельных кабинах (боксах) строго индивидуально. Размеры бокса должны соответствовать длине и росту животных.

Размеры бокса для крупных собак живой массой свыше 22,5 кг - 1,2×1,8 м = 2,2 м2, средних массой 16 - 22,5 кг - 1,2×1,5 м = 1,8 м2, небольших массой 4,5 - 16 кг - 0,9×1,2 м = 1,1 м2. Зазор между прутьями 4,5 - 5,5 см, диаметр металлических прутьев 0,5 - 0,6 см. Боковые стенки - сплошные. На нижнюю стенку (пол) укладывают деревянные щиты.

Кормление и поение - в боксе. Вольеры для выгула устраивают индивидуальные, из расчета до 2 м2 на одно животное. Время выгула - не менее 2 раз в сутки, продолжительность - не менее 20 мин. Следует предусматривать раздельное секционное содержание самцов от самок, щенков и агрессивных животных.

4.5. На территории вивария для собак возводят специальные помещения, оборудованные кабинами. К кабинам пристраивают вольеры (выгулы). У каждой собаки должен быть свой вольер.

Размеры кабины, м: длина - 2; ширина - 1,5; высота передней стенки - 2,5 и задней - 1,5 - 2; высота дверей кабины - 1,7, ширина - 0,7. Над дверью кабины устанавливают застекленную раму. Внизу двери, установленной в задней стенке кабины, являющейся передней стенкой вольера, делают лаз в вольер размерами 40×50 см, который на зиму завешивают плотной тканью для защиты от холода.

Размеры вольера, м: длина - 3, ширина - 2, высота - 2,2. В его передней стенке делают дверь размерами 1,8×0,7 м.

4.6. Кошки размещаются в вольерах по пять голов, где предусматривается устройство полок (лежаков), достаточных по площади для размещения всех животных. Площадь вольера на одну кошку 0,5 м2. Перед входом в вольер оборудуется сетчатый тамбур.

4.7. В случае размещения в вивариях для научных целей сельскохозяйственных животных и птицы помещения для них сооружаются в соответствии с действующими нормами технологического проектирования с соблюдением зоогигиенических нормативов, изложенных в этих нормах.

5. Прием животных в виварий

5.1. Пополнение вивария животными и птицей производится из специализированных питомников, благополучных по инфекционным заболеваниям.

Приобретение животных и птиц в других организациях и у частных лиц допускается при отсутствии возможности закупки их в питомниках и наличия при каждой покупке ветеринарного свидетельства о благополучии организации (хозяйства, частного лица) по инфекционным заболеваниям.

5.2. Прием животных в виварий производится при наличии ветеринарного свидетельства или сопроводительных документов из питомника.

5.3. Полученные из питомника животные размещаются в изолированных секциях сроком на три дня для адаптации к новым условиям. Последующие сроки изоляции или карантина для этих животных определяются в зависимости от условий содержания животных, характера предстоящих экспериментов, расстояния, условий перевозки и др.

5.4. Для животных, полученных не из питомников, устанавливаются следующие сроки их карантина:

для мышей и крыс - 14 дней, морских свинок и кроликов - 21, собак и кошек - 30, для остальных животных и птиц - 21 день.

В отдельных случаях при использовании в экспериментах беременных самок, новорожденных и молодых животных, а также в краткосрочных опытах продолжительность карантина может быть сокращена при условии размещения этих животных в изолированных помещениях и соответствующего наблюдения.

5.5. В период карантина за животными ведется ежедневное клиническое наблюдение: термометрия и регистрация общего состояния животных в специальном журнале.

5.6. В карантинных и экспериментальных секциях животные помещаются в чистые, заранее продезинфицированные (проавтоклавированные) клетки.

5.7. Уход за животными, находящимися в здании карантина, осуществляется персоналом, закрепленным за данными помещениями.

5.8. Запрещается выносить из карантинных помещений в другие помещения и секции для экспериментальных животных корма, спецодежду и инвентарь.

5.9. В течение периода карантина производится периодическая смена клеток. По окончании карантина освободившиеся клетки и инвентарь передаются в дезинфекционно-моечное отделение.

Чистка и мойка клеток и другого инвентаря из карантинных секций могут производиться в общем дезинфекционно-моечном отделении вивария только после предварительного обеззараживания. Отходы также должны обеззараживаться или сжигаться. Методы дезинфекции, дезинсекции и режим автоклавирования устанавливаются в каждом конкретном случае в зависимости от специфики работы учреждения.

5.10. В период адаптации или карантина животные с подозрением на инфекционные заболевания подвергаются бактериологическому исследованию. При подтверждении инфекционного заболевания мыши, крысы, хомяки, морские свинки и кролики всей поступившей партии уничтожаются, а в отношении собак, кошек и других животных сроки карантина продлеваются в зависимости от установленного заболевания.

5.11. Помещения карантина после каждой партии переданных на эксперимент животных и после каждого случая выявления инфекционных заболеваний подвергаются тщательной дезинфекции.

5.12. В случае возникновения массовых заболеваний среди животных, наблюдавшихся на карантине, или при обнаружении в период экспериментов отдельных случаев инфекционных заболеваний, особо опасных для лабораторных животных и человека, в виварии проводится необходимый комплекс профилактических мероприятий. В этом случае проведение опытов на животных временно прекращается.

5.13. По истечении срока карантина животные переводятся в экспериментальные секции.

6. Режим работы и основные правила содержания животных

6.1. В каждом отдельном помещении рекомендуется содержать животных только одного вида. Если по условиям эксперимента необходимо совместное содержание лабораторных животных разных видов в одной секции, то их следует размещать на разных стеллажах.

6.2. На каждой клетке (боксе, вольере и т.д.) должна быть этикетка с указанием данных о животном и сроках эксперимента.

6.3. Лабораторные животные и птицы содержатся в клетках со сплошным дном на подстилке или в клетках с сетчатым дном - полом. В качестве подстилки применяются древесные опилки, стружка или подстилочный торф. Подстилка заранее автоклавируется или выдерживается в сухожаровом шкафу (при 150 - 180 °С 15 - 20 мин). Толщина слоя подстилки в клетке 5 - 10 мм. При содержании животных в клетках с сетчатым дном подстилка насыпается в поддон (противень), находящийся под сетчатым полом.

6.4. Вся работа по уходу и содержанию лабораторных животных строится в соответствии с распорядком дня и регламентом работ, утвержденными руководителем данного учреждения. В распорядке дня предусматривается время на санитарную обработку помещения и оборудования, раздачу кормов и проведение экспериментальных работ и манипуляций.

6.5. Кормление лабораторных животных осуществляется в соответствии с существующими нормами.

6.6. Корма и полуфабрикаты хранятся в специально отведенном для этой цели помещении. Выдача кормов производится в установленном порядке.

В кормокухне вивария допускается хранение не более чем двух-трехдневного запаса кормов. При кормлении животных гранулированными кормами и при наличии в клетках бункеров-кормушек разрешается авансовое получение кормов со склада на семь-десять дней.

6.7. Для хранения запаса кормов на кормокухне и в кладовой вивария оборудуются специальные лари (металлические или обитые изнутри жестью). Скоропортящиеся продукты хранятся в холодильнике. Доставка кормов со склада производится специально выделенным персоналом (рабочими, не занятыми непосредственно уходом за животными).

6.8. Распределение кормов по комнатам-секциям производится специально выделенным для этих целей рабочим или персоналом кухни в продезинфицированной посуде (таре), закрепленной за каждой секцией. Списание кормов осуществляется в установленном порядке согласно фактическому наличию животных на каждый день.

6.9. Вход в кормокухню персонала, осуществляющего уход за лабораторными животными, и посторонних лиц запрещается.

6.10. Снабжение лабораторных животных питьевой водой производится из водопровода, качество воды должно соответствовать СаНПиН 2.1.4.1074-01 .

6.11. Проращивание зерна на зеленую массу для подкормки лабораторных животных производится в специально отведенных для этих целей помещениях. Допускается скармливание животным корневой массы растений при отсутствии в ней плесени.

6.12. Раздача кормов и поение животных должны осуществляться только после окончания уборки помещения, чистки или смены клеток и выноса из секций грязного оборудования, поддонов с подстилкой и других материалов, подлежащих дезинфекции или утилизации.

6.13. Чистка клеток и уборка комнат производится с помощью инвентаря, строго закрепленного за каждой комнатой.

6.14. При периодической смене клеток животные 1 - 2 раза в неделю пересаживаются в заранее продезинфицированные клетки с подготовленной подстилкой, кормушками и поилками. Грязные клетки вместе с подстилкой, кормушками и поилками передаются в дезинфекционно-моечное отделение для их последующей обработки.

6.15. Чистка клеток осуществляется ежедневно. При этом загрязненная подстилка и прочие отходы из клеток собираются в специальные металлические бачки с крышками. Бачки плотно закрываются и передаются в дезинфекционно-моечное отделение.

6.16. При использовании клеток с сетчатым дном и изолированными от клеток поддонами последние периодически (не реже одного раза в неделю) заменяются новыми. Грязные поддоны с подстилкой передаются в дезинфекционно-моечное отделение для их последующей обработки.

6.17. При обслуживании одним рабочим нескольких видов лабораторных животных сначала обрабатываются клетки с морскими свинками, затем клетки с мышами, крысами и кроликами, в последнюю очередь - помещения, где содержатся собаки и кошки.

6.18. Мыть и дезинфицировать клетки, кормушки и поилки непосредственно в секциях запрещается.

6.19. Перед окончанием рабочего дня в секциях, производится влажная уборка пола с использованием 1 %-ного раствора хлорамина или другого дезинфицирующего вещества. Не реже одного раза в месяц проводится санитарный день, в течение которого осуществляется уборка всех помещений. Порядок проведения санитарного дня определяется заведующим виварием.

6.20. Дезинфекция, чистка и мойка клеток, кормушек, поилок и другого инвентаря производится рабочими, специально закрепленными за дезинфекционно-моечным отделением. Контроль за эффективностью чистки и обеззараживания инвентаря возлагается на ветеринарного врача вивария.

6.21. Условия сбора, хранения, вывоза (или утилизации) отходов (подстилка, навоз, остатки корма и т.д.) должны быть определены в каждом конкретном случае по согласованию с местными органами и учреждениями Роспотребнадзора. При работе с инфицированным материалом необходимо проводить обезвреживание отходов с помощью автоклавирования или обработки дезинфицирующими растворами.

6.22. В секциях с подопытными животными следует вести постоянный контроль за температурно-влажностным режимом. Для контроля качества воздушной среды в помещениях, где содержатся животные, рекомендуется периодически (2 - 3 раза в месяц) определять концентрацию вредных газов (диоксида и аммиака).

6.23. Передача животных на опыты производится по разовым требованиям согласно годовой заявке от лабораторий, утвержденной руководителем учреждения. Работа с животными разрешается только в часы, предусмотренные распорядком дня вивария.

6.24. При обнаружении в секциях больных животных последние с ведома экспериментатора уничтожаются или переводятся в изолятор. Вопрос о дальнейшем использовании заболевших животных решается в течение не более двух суток.

6.25. Трупы животных до патологоанатомического вскрытия хранятся в специальном холодильнике не более одних суток, после чего подлежат утилизации. Хранение трупов животных в клетках и иа полу в экспериментальных секциях категорически запрещается.

6.26. Патологоанатомическое вскрытие животных производится экспериментатором. В случае гибели животного вне зависимости от эксперимента на вскрытии присутствует ветеринарный врач вивария.

6.27. Каждый случай падежа или вынужденного убоя животных должен быть зафиксирован в специальном журнале.

6.28. Запрещено посещение вивария посторонними лицами без специального разрешения. Сотрудники учреждения, выполняющие работы в виварии, обязаны:

соблюдать установленные правила распорядка дня и режим работы вивария;

вести систематические наблюдения за своими экспериментальными животным;

вести первичную документацию, своевременно заполняя этикетки на клетках с экспериментальными животными;

посещать только те помещения вивария, в которых находятся животные, закрепленные за данным сотрудником;

по окончании экспериментов или любой другой текущей работы с подопытными животными оставлять рабочее место в надлежащем порядке;

следить за своевременным списанием вышедших из опыта, павших или вынужденно убитых экспериментальных животных;

сообщать специалистам вивария о всех замеченных случаях заболеваний экспериментальных животных, а также своевременно уведомлять специалистов вивария о предполагаемых патологических состояниях животных в соответствии с условиями эксперимента.

6.29. Сотрудникам учреждения, выполняющим работу в виварии с экспериментальными животными, запрещается давать какие-либо указания рабочим по изменению режима содержания и кормления животных без согласования со специалистами вивария.

6.30. При проведении сотрудниками данного учреждения совместных исследований на животных в других учреждениях запрещается на это время работа этих сотрудников в (клинике) виварии своего института (учреждения).

6.31. Все действия, которые могут причинить лабораторным животным боль (операции, тотальное обескровливание, вживление датчиков и т.д., а также вынужденный убой животных), должны производиться с использованием наркотизирующих средств. Если по условиям эксперимента противопоказано применение анестезии, то все вышеуказанные действия необходимо проводить в максимально короткий срок.

6.32. В ходе проведения эксперимента сотрудник, проводящий этот эксперимент, должен в обязательном порядке соблюдать следующие правила гуманного обращения с лабораторными (экспериментальными) животными.

В случаях, когда предполагается хирургическое вмешательство или проведение эксперимента с болевым раздражением, анестезия должна проводиться до привязывания животного к станку.

Расчет количества анестезирующего вещества должен проводиться на 1 кг или 1 г массы животного. Название вещества и его количество необходимо фиксировать не только в протоколе опыта, но и специальной карте.

В ходе эксперимента, когда он оказывается более длительным, чем рассчитывалось первоначально, обязательно проводится добавочное введение анестезирующих веществ.

Если острый опыт должен закончиться гибелью животного, то экспериментатор обязан умертвить животное до окончания действия анестезирующего вещества.

После окончания хирургического вмешательства животное должно быть перенесено в послеоперационное помещение на специальных носилках, исключающих возможность смещения тканей, расхождения швов и т.д.

Экспериментатор должен предусмотреть возможность появления болевых ощущений у животного в послеоперационном периоде и назначить обезболивающие препараты.

7. Штатная численность обслуживающего персонала вивария

7.1. Штатная численность обслуживающего персонала вивария определяется в зависимости от объема и характера экспериментальных исследований, а также от количества лабораторных животных. При этом необходимо исходить из следующих норм нагрузки животных одного вида на одного рабочего по уходу (с учетом норм размещения животных в клетках).

Вид животных
	животных
Морские свинки

При обслуживании одним человеком животных нескольких видов расчет проводится, исходя из приведенных выше норм. В каждом конкретном случае при установлении норм нагрузки по уходу за животными на одного рабочего необходимо учитывать тип клеток, степень механизации производственных процессов, тип кормления (натуральные корма или гранулированные), периодичность, характер и особенности проводимых исследований и т.д.

7.2. При работе с радиоактивными веществами или особо опасными инфекциями, а также при содержании видов животных, не указанных в табл. , нормы обслуживания устанавливаются руководителем научного учреждения на основе хронометража отдельных операций и с учетом действующих нормативов по обслуживанию сельскохозяйственных животных.

8. Правила личной гигиены сотрудников вивария

8.1. Персонал вивария должен быть обеспечен спецодеждой, спецобувью, мылом и полотенцами в соответствии с действующими нормативами.

8.2. В комнатах с животными, кормокухне, дезинфекционно-моечном отделении необходимо иметь дезинфицирующие растворы для обеззараживания рук.

8.3. Персонал вивария обязан:

перед началом работы снять верхнюю одежду, обувь, надеть спецодежду, спецобувь;

по окончании работы (желательно и до начала работы) пройти обработку в санитарном блоке (принять душ или ванну);

вешать домашнюю одежду и спецодежду только в разных отделениях индивидуального шкафа;

периодически (но не реже одного раза в месяц) дезинфицировать свои индивидуальные шкафы;

по окончании каждого отдельного этапа работы в соответствии с распорядком дня, а также перед приемом пищи обязательно мыть и дезинфицировать руки.

8.4. В производственных помещениях вивария категорически запрещается принимать пищу и курить.

8.5. Вновь принятые на работу с лабораторными животными лица должны пройти медицинское обследование, включающее в себя исследования на наличие возбудителей туберкулеза и всей группы кишечных инфекций. Последующие обследования проводятся не реже одного раза в год. Больные туберкулезом, венерическими, кожными и другими заразными заболеваниями к работе в виварии не допускаются.

8.6. При проведении на животных экспериментов с инфекционными возбудителями, опасными для людей, обслуживающий персонал вивария подвергается профилактической иммунизации.

Крупный рогатый скот

Животного укрощают путем сдавливания носовой перегородки пальцами, щипцами Гармса, Николаева, носовыми кольцами или ограничивают движения, удерживая его за рога с помощью веревки, за шею, голову и второй петли вокруг носа. Задние конечности фиксируют веревочной петлей, которую накладывают на обе конечности несколько выше скакательных суставов. При расчистке и обрезке копыт на тазовые конечности животных можно наложить закрутку на голень.

Быков фиксируют с помощью носовых колец и прочного ремня-ошейника с цепью.

Быков-производителей независимо от их нрава доставляют на обследование только на недоуздке и обязательно применяют палку-водило (карабин) длиной около 2 м, которую прицепляют за носовое кольцо, что предупреждает внезапное нападение животного на человека.

Телят удерживают руками за шею, уши или с помощью шейной глухой петли со специальным узлом и привязывают веревкой к стойке.

Животных фиксируют в стоячем положении путем захвата верхней челюсти металлическим тросом и ручкодержателем или в станке несложной конструкции.

Откормочный молодняк и подсвинков удобно удерживать щипцами, предложенными К.П. Соловьевым. При работе с хряками, старыми боровами и кормящими свиноматками, особенно фиксированными в станках, требуется осторожность.

Козы и овцы

Животных удерживают за рога или шею. В необходимых случаях фиксируют в лежачем положении на столе.

Лошадей фиксируют так, чтобы они не могли ударить передними и задними конечностями, укусить. К лошадям следует подходить несколько сбоку, в направлении плеча и лопатки, лучше с левой стороны, поскольку лошадь привыкает к этому в процессе эксплуатации. Подходят к голове, левой рукой берут за недоуздок, уздечку или гриву, а правой - поглаживают и похлопывают по шее, холке, затем по лопатке и плечу. Если животное содержится без привязи в деннике, то его следует окликнуть, чтобы привлечь внимание к себе, подозвать, произнося ласковые слова. Необходимо, чтобы лошадь обязательно встала головой к человеку.

К находящемуся в станке или на коновязи животному следует подходить не сзади, а несколько сбоку с той стороны, куда оно смотрит.

При термометрии, ректальном исследовании, проведении различных лечебных манипуляций с целью обеспечения безопасности работы ветеринарного специалиста необходимо поднять грудную конечность с той стороны, с которой манипулирует специалист, или наложить путки на одну или обе задние конечности.

Грудную конечность фиксируют, подняв за щетку или путовую часть и согнув в запястном суставе. При этом встают сбоку от животного спиной к его голове. Поднятую конечность удерживают двумя руками, а при длительных манипуляциях - с помощью путки или веревки, перекинутой через спину. Нельзя класть поднятую конечность животного на свое колено, так как у животного появляется четвертая точка опоры, что небезопасно для человека. Не следует привязывать веревку к какому-либо предмету или обматывать вокруг туловища животного, так как при неожиданном падении лошадь не сможет быстро высвободить конечность. При обследовании задних частей тела фиксируют тазовую конечность. Встав у крупа лошади лицом к хвосту, одной рукой опираются в маклок, а другой легко похлопывают по ноге сверху вниз, поднимают ее, застегивают путовый ремень или надевают веревочную петлю, которую затем пропускают между передними конечностями, обводят вокруг шеи и завязывают нестягивающейся петлей. При исследовании строптивых и для укрощения беспокойных лошадей применяют закрутки и губные клещи. Чтобы наложить закрутку, надо ввести кисть руки в петлю закрутки. Захватить верхнюю губу, оттянуть ее вперед, левой рукой переместить петлю закрутки на губу и туго закрутить. Животных можно надежно фиксировать в специальных станках. В станке лошадь рекомендуется привязывать на растяжку, а строптивому животному, чтобы оно не завалилось, под живот подвести ремни.

Верблюды

Верблюды доставляются для исследований на недоуздке. Подходить к верблюдам надо осторожно, лучше сбоку (со стороны грудных конечностей). Способы укрощения этих животных такие же, как крупного рогатого скота и лошадей. Следует учитывать специфические особенности поведения этих животных. Желательно, чтобы для фиксации верблюдов привлекался персонал, постоянно ухаживающий за ними.

Птицу фиксируют, удерживая в естественном положении за конечности и крылья, не сдавливая грудную клетку, чтобы избежать удушья. При работе с водоплавающими (гуси, утки) нужно удерживать и голову, чтобы избежать удара в глаз, а манипуляции проводить на расстоянии вытянутых рук.

Пушные звери

Зверей удерживают специальными щипцами или руками в брезентовых (с ватной подкладкой) рукавицах. Кладут на стол и держат одной рукой за шею, другой - за туловище. Ротовую полость можно раскрыть с помощью зевников конструкции В.Л. Берестова, рекомендуется использовать специальные намордники. Можно фиксировать животных в сетчатых ловушках, применять анальгезирующие или транквилизирующие средства с местно-анестезирующими веществами, а также средство для наркоза.

При помощи хозяина на животных надевают намордник или завязывают им ротовую полость крепкой тесьмой. С этой целью на челюсти сверху накладывают тесьму, завязывают простым узлом под нижней челюстью, затем окончательно закрепляют на затылке морским узлом. При подозрении на бешенство, а также злых и беспокойных собак лучше поместить в специальную металлическую клетку, одна сторона которой передвигается и зажимает ее. Для фиксации собак в лежачем положении используют операционный стол для мелких животных, позволяющий придать им любое удобное для работы положение.

При болезненных манипуляциях животных фиксируют в специальном матерчатом рукаве или обертывают полотенцем, оставляя свободной часть тела, подлежащую исследованию. Морду можно завязать, как собаке, а ноги зафиксировать руками, надев кожаные или резиновые перчатки.

. СНиП 23.05-95 . Естественное и искусственное освещение.

. ОСН-АПК 2.10.24.001-04 . Отраслевые нормы освещения сельскохозяйственных предприятий, зданий и сооружений.

. СНиП 2.04.01-85* . Внутренний водопровод и канализация зданий.

. СаНПиН 2.1.4.1074-01 . Питьевая вода. Гигиенические требования к качеству воды централизованных систем питьевого водоснабжения. Контроль качества.

Тема 4. Использование лабораторных животных в диагностических исследованиях. Цели использования лабораторных животных в вирусологии

Задание к следующему занятию

Подведение итогов занятия

Задания

1. Найти под световым микроскопом в препаратах и зарисовать:

а) цитоплазматические тельца-включения;

б) внутриядерные тельца-включения;

в) вирионы вируса оспы в окраске по Морозову.

2. Ознакомиться с устройством и принципом работы электронного микроскопа.

3. Дешифрировать электронные микрофотографии вирионов разных вирусов (дать их схематический рисунок).

Самостоятельная работа студентов

Студенты знакомятся с устройством светового, люминесцентного и электронного микроскопов (в лаборатории), зарисовывают схему строения электронного микроскопа. Знакомятся с подготовкой препаратов для электронной микроскопии. Просматривают готовый препарат в люминесцентном микроскопе. Зарисовывают схему прямого и непрямого метода РИФ.

Контрольные вопросы:

1. Устройство электронного микроскопа.

2. Методы подготовки препаратов для просмотра в электронном микроскопе.

3. Люминесцентную микроскопию (РИФ) прямой и непрямой методы.

4. Значение электронной и люминесцентной микроскопии в вирусологических исследованиях.

Цель занятия: ознакомить студентов с требованиями к видам лабораторных животных, их карантинированием, содержанием, кормлением, мечением.

Оборудование и материалы: набор инструментов в стерилизаторе (ножницы, иглы, шприцы, пинцеты, корнцанги), лабораторные животные, ватные спиртовые тампоны краски для мечения, эфир, ксилол, мультимедийное оборудование, плакаты и презентации MS Office Power Point по теме занятия.

Объяснение преподавателя: Большинство вирусов разных таксономических групп могут быть отличимы друг от друга на основе патогенности для лабораторных животных разных видов или возраста.

4.1 Виды лабораторных животных. Наиболее широко в вирусологических лабораториях применяют мышей, бе­лых крыс, кроликов, морских свинок, хомяков, цыплят. У молодых мышей экс­периментально воспроизводят грипп, альфа- и флавивирусные инфекции, ящур (на новорожденных мышатах) и др. Они восприимчивы ко многим вирусам, их легко разводить и с ними удобно работать. Лучше использовать мышей инбредных линий, так как они почти одинаково реагируют на тот или иной вирус. У крыс также создают инбредные линии, но эти животные более устойчивы к оп­ределенным вирусным инфекциям, чем мыши. Онкогенность некоторых виру­сов широко изучают на золотистых хомячках. Для вирусологических опытов обычно используют гладкошерстных морских свинок массой 250–300 г.

Ту или иную инфекцию иногда изучают на животных нескольких видов, об­ладающих разной чувствительностью к данному вирусу, что позволяет диффе­ренцировать вирусы, вызывающие клинически сходные симптомы болезни (на­пример, ящур, везикулярный стоматит, везикулярная экзантема и везикулярная болезнь свиней).

По генетическим качествам лабораторных животных делят на четыре группы:

1) животные смешанного происхождения, полученные от разных животноводов, такие животные гетерогенны;

2) животные, полученные непосредственно из од­ного источника, однако генетически такие животные вариабельны;

3) инбредные линии животных. Их получают в результате спаривания брата с сестрой или родителей с детьми по крайней мере не менее 20 поколений. При таком методе разведения достигается все возрастающая степень гомозиготности.

4) однородные гибриды F 1 . Высокая степень гетерозиготности, характерная для каждого гибрида, связана здесь с генетическим однообразием, которое соответствует степени гомозиготности родительских линий. Как правило, однородные гибриды F 1 менее изменчивы, чем обе родительские ли­нии. Животные-мутанты имеют отдельно выраженный наследственный фактор, который обусловливает видимое отклонение от нормальной формы.

Отрицательная сторона выделения вируса на лабораторных животных – воз­можность диагностических ошибок вследствие активации скрытого вирусоносительства. В этом случае развитие симптомов болезни после введения матери­ала не следствие действия введенного вируса, а результат самой процедуры, на­рушающей предшествующее равновесие в организме. В это время проявляется вирус или другой инфекционный агент, длительно персистирующий в организ­ме. Выражается это резкими неврологическими симптомами (повороты вдоль длинной оси тела).

Наличие скрытой вирусной инфекции может также выражаться уменьшени­ем или исчезновением чувствительности животных к исследуемому вирусу вслед­ствие явления интерференции. Возможен и противоположный эффект, а имен­но – явление синергизма в действии вирусов, что дает иногда результаты, труд­ные для правильной интерпретации.

Для некоторых вирусологических работ, например при выделении вируса с невыясненными болезнетворными свойствами, необходимо использовать гнотобиотов. Термин «гнотобиоты» объединяет две категории животных: безмик­робных (стерильных), не содержащих никаких жизнеспособных микробов, и гнотофор – носителей одного (моногнотофоры), двух (дигнотофоры) или более (полигнотофоры) микроорганизмов. В настоящее время безмикробные животные по динамике роста делятся на три группы: I – обезьяны, поросята, цыплята растут лучше обычных животных или наравне с ними; II – крысы, мыши, собаки, кошки растут наравне с обычными животными; III – морские свинки, кролики, козлята, ягнята растут хуже обычных животных.

Стерильных птиц получают посредством инкубации яиц со стерильной скор­лупой в стерильном инкубаторе, лабораторных животных – путем кесарева се­чения или гистерэктомии. Содержат животных в стерильных изоляторах. Воз­дух, вода и корм должны быть стерильными.

Особое значение среди гнотобиотов занимают СПФ-животные (Specific pathogen free), которые свободны только от патогенных микроорганизмов. В их организме имеются все необходимые для нормальной жизнедеятельности бактерии и ви­русы, которые в совокупности создают группу так называемой резидентной (по­лезной) микрофлоры. В настоящее время получены лабораторные СПФ-живот­ные – крысы, морские свинки, кролики, поросята, птицы и др.

4.2 Цели использования лабораторных животных. В настоящее время лабораторных животных используют в вирусологии для:

– обнаружения вируса в патматериале;

– первичного выделения вируса из патматериала;

– накопления вирусной массы;

– поддержания вируса в лаборатории в активном состоянии;

– титрования вируса;

– получения гипериммунных сывороток;

– в качестве тест-объекта в реакции нейтрализации.

В вирусологии используют кроликов, морских свинок, белых крыс, белых мышей, золотистых хомячков. Однако только некоторые вирусы удается культивировать на животных перечисленных видов. Во многих случаях для тех же целей используют других чувствительных к данному вирусу животных: кур, голубей, котят, щенков и т. д. Так, биопробу при диагностике оспы птиц ставят на курах, оспы овец – на овцах, чумы свиней – на подсвинках.

4.3 Требования к лабораторным животным. Комплектуя группы животных для вирусологических исследований, необходимо выполнять следующие требования:

– животное должно быть чувствительным к данному вирусу;

– возраст его имеет большое значение для культивирования многих вирусов. Большинство вирусов лучше размножается в организме молодых и даже новорожденных животных. Например, для биопробы на бешенство и ящур используют мышей-сосунов, на ларинготрахеит птиц – цыплят. Но в то же время заражение взрослых кроликов вирусом болезни Ауески ведет к появлению ярких и специфичных клинических признаков заболевания;

– стандартная чувствительность достигается подбором животных определенного возраста и одинаковых по массе;

– лабораторные животные должны быть здоровы. Животные, поступающие в виварий вирусологической лаборатории, должны быть привезены из благополучного по инфекционным заболеваниям хозяйства. Их содержат изолированно, т. е. в карантине (белых мышей и крыс 14 дней, а остальных животных 21 день). В этот период за животными ведут ежедневное клиническое наблюдение. При подозрении на наличие инфекционной болезни животных подвергают лабораторному исследованию. В случае установления инфекционного заболевания среди животных всю поступившую партию уничтожают.

4.4 Содержание лабораторных животных. Виварий для лабораторных животных должен иметь основное помещение для животных, моечную (с боксом, сушиль­ными и стерилизационными установками), кухню для приготовления корма с одним по крайней мере столом, оборудованным для приготовления корма, и холодильником для скоропортящихся продуктов, кладовую, операционную, гар­дероб и санитарное помещение для обслуживающего персонала. Помещения должны быть чистыми. Стены и полы легко дезинфицируемыми. Запасы корма следует хранить в специальных помещениях. В местах содержания опытных животных желательно иметь гигрометр и термометр.

Мышей, крыс, хомяков и морских свинок в период опыта рекомендуется содержать в стеклянных банках с крышкой из проволочной сетки или перфори­рованного листового железа. Это облегчает наблюдение за ними, а банки легко чистить и дезинфицировать. Можно содержать животных в металлических клет­ках, которые также легко дезинфицировать.

В качестве подстилки применяют материалы, которые адсорбируют влагу и могут быть использованы животными для постройки гнезда: стружку для мы­шей, крыс, хомяков, морских свинок, хорьков, кур; опилки для крупных мы­шей, крыс, хомяков, хорьков, кур; солому для хомяков, морских свинок, кроли­ков, собак, кур; мякину для мышей, крыс; сено для мышей, крыс, хомяков, хорьков, кур; песок для кур. Следует использовать такую подстилку, которая образует как можно меньше пыли, так как последняя может привести к заболева­нию органов дыхания. Любую подстилку необходимо предварительно стерили­зовать при 100 °С в течение 30 мин.

Помещения для лабораторных животных периодически дезинфицируют, осо­бенно перед размещением новой партии животных. Это относится и к предме­там ухода за животными (лопаты, скребки, метелки и др.), которые соприкаса­ются с навозом и различными отбросами из помещения. После окончания каж­дого опыта клетки обязательно обрабатывают дезинфицирующими растворами, чему должна предшествовать чистка как клеток, так и помещения.

Посуду для корма и воды ежедневно смачивают дезинфицирующим раствором, после чего моют и споласкивают чистой водой. Помещения обрабатывают 1% раствором едкого натра, который используют в течение суток. Дезковрики пропитывают свежим раствором каждые 2 дня. Для дезинфекции предме­тов ухода, мытья полов и посуды рекомендуется использовать 3% раствор хлорамина, который должен быть применен в течение 2 ч. В виварии необходи­мо уничтожать вредителей: мух, комаров, блох, власоедов, клещей, вшей, му­равьев, мышей, крыс.

Лабораторных животных размещают так, чтобы, с одной стороны, было обеспечено функционирование всех систем организма в пределах физиологической нормы, с другой – исключено взаимное перезаражение и распространение инфекции за пределы вивария. Животных содержат в виварии с учетом их физиологической потребности в освещенности и температуре. Так, мышам, крысам нужны полумрак и температура воздуха около 20 °С, морским свинкам, кроликам и курам – дневной свет и температура в пределах 16–23, 14–18 и не ниже 0°С соответственно. Плотность посадки должна составлять примерно 1 г массы лабораторных животных на 1 см 2 дна клетки. Животных обеспечивают регулярным и полноценным кормлением и постоянно питьевой водой.

Если виварий один, зараженных животных содержат изолированно от здоровых и с последних начинают уборку помещения и кормление. Для ухода за зараженными животными используют отдельный инвентарь и кормушки. Лучше иметь два вивария: для содержания здоровых и зараженных животных.

Обслуживающий персонал при работе в виварии пользуется спецодеждой: халатом, резиновыми перчатками, фартуком, непромокаемой обувью. В виварии ежедневно дезинфицируют инвентарь и проводят влажную уборку с применением дезинфицирующих веществ. По окончании эксперимента клетки дезинфицируют, погибших животных обезвреживают сжиганием в печах или автоклавированием.

В группу для проведения опыта подбирают животных с одинаковыми показа­телями массы, температуры, состава крови и т. д. От этого в значительной степени зависит успех выделения, титрования и пассирования вируса. При этом учитывают восприимчивость животных к различным вирусам. Отобранных животных метят, распределяют по банкам или клеткам, отмечают дату постановки опыта, его номер, заражающую или профилактическую дозу препарата и, если необходимо, как мечены животные. Последнее важно, когда в одной банке или клетке находятся животные нескольких групп.

Таблица 1

Масса животных в разном возрасте

Условия содержания и кормления лабораторных животных в ЭБК и вивариях должны обеспечить благоприятный биологический фон для их нормального развития и размножения. Основными условиями для этого являются содержание животных в вентилируемых, хорошо освещаемых и теплых помещениях, обеспечение их полноценными кормами и свежей водой в необходимом количестве, постоянное соблюдение требований зоогигиены.
Правилами содержания лабораторных животных предусмотрено размещение в каждой комнате только одного вида животных. Однако при вынужденном совместном содержании в одном помещении животных разного вида клетки с ними должны быть размещены на разных стеллажах.
Руководитель научно-исследовательского института, вуза или другого учреждения, в котором имеется ЭБК (виварий), утверждает распорядок дня по содержанию лабораторных животных, уходу за ними и их кормлению. В распорядке дня работы ЭБК (вивария) необходимо указать время, выделенное на уборку помещений, клеток, санитарную обработку их, время раздачи кормов и проведения экспериментальных работ.
Клетки, как основной микроклиматический объект для содержания лабораторных животных, должны обеспечивать им свободное передвижение и отвечать следующим санитарно-гигиеническим требованиям: 1) быть легкими и прочными; 2) изготавливаться из материала, который животные не могли бы погрызть; 3) быть устойчивыми к воздействию любых дезинфицирующих средств.
Клетки мелких лабораторных животных следует размещать на стеллажах в несколько ярусов. Первый ярус клеток должен находиться на расстоянии 30-70 см от пола. Полки с клетками необходимо покрывать изоляционным материалом (толем), предохраняющим клетки нижележащего яруса от попадания мочи. Для экономии времени на уборку клеток их строят с сетчатым дном, под которое протягивают оберточную бумагу из рулона. Фекалии и моча собираются на бумаге, и уборка клеток ограничивается тем, что ежедневно обрывают использованный кусок бумаги и сжигают его вместе с фекалиями. Кроме того, рекомендуется под дно каждой сетки вставлять специальные, вынимающиеся противни, в которых собираются кал и моча. Во время уборки противни вынимаются, освобождаются от выделений.
Кролики хорошо переносят морозы, и их можно содержать в клетках, размещенных во дворе. Собак, на которых проводятся хронические эксперименты, необходимо регулярно выводить на прогулку.